Agua Potable:

Significa que debe estar libre de microorganismos patógenos, de minerales y sustancias orgánicas que puedan producir efectos fisiológicos adversos. Debe ser estéticamente aceptable y, por lo tanto, debe estar exenta de turbidez, color, olor y sabor desagradable. Puede ser ingerida o utilizada en el procesamiento de alimentos en cualquier cantidad, sin temor por efectos adversos sobre la salud (Borchardt and Walton, 1971).

Según el Art. 982 CAA (modificado por Resoluc. 494/94). Con las denominaciones de Agua potable de suministro público y agua potable de uso domiciliario, se entiende la que es apta para la alimentación y uso doméstico: no deberá contener sustancias o cuerpos extraños de origen biológico, orgánico, inorgánico o radiactivo en tenores tales que la hagan peligrosa para la salud.

Deberá presentar sabor agradable y ser prácticamente incolora, inodora, límpida y transparente.

El agua potable de uso domiciliario es el agua proveniente de un suministro público, de un pozo o de otra fuente, ubicada en los reservorios o depósitos domiciliarios. Ambas deberán cumplir con las características físicas, químicas y microbiológicas que cita el Art. 982 CAA.

Análisis físico – químico

• Volumen de agua a extraer:

No es posible fijar de una manera general el volumen de agua a extraer para el análisis químico, pues variara según las determinaciones a efectuar entre 1 a 5 litros.

Examen físico

• Color:

El color de las aguas naturales se debe a la presencia de sustancias orgánicas disueltas o coloidales, de origen vegetal y, a veces, sustancias minerales (sales de hierro, manganeso, etc.). Como el color se aprecia sobre agua filtrada, el dato analítico no corresponde a la coloración comunicada por cierta materia en suspensión.

El color de las aguas se determina por comparación con una escala de patrones preparada con una solución de cloruro de platino y cloruro de cobalto. El número que expresa el color de un agua es igual al número de miligramos de platino que contiene un litro patrón cuyo color es igual al del agua examinada.

Se acepta como mínimo 0,2 y como máximo 12 mg de platino por litro de agua.

• Olor:

Está dado por diversas causas. Sin embargo los casos más frecuentes son:

• debido al desarrollo de microorganismos,
• a la descomposición de restos vegetales,
• olor debido a contaminación con líquidos cloacales industriales,
• olor debido a la formación de compuestos resultantes del tratamiento químico del agua.

Las aguas destinadas a la bebida no deben tener olor perceptible.

Se entiende por valor umbral de olor a la dilución máxima que es necesario efectuar con agua libre de olor para que el olor del agua original sea apenas perceptible.

Se aceptan como valores máximos para un agua optima 2 a 10 unidades.

• Sabor:

Está dado por sales disueltas en ella. Los sulfatos de hierro y manganeso dan sabor amargo. En las calificaciones de un agua desempeña un papel importante, pudiendo ser agradable u objetable.

• Determinación de pH:

El pH óptimo de las aguas debe estar entre 6,5 y 8,5, es decir, entre neutra y ligeramente alcalina, el máximo aceptado es 9. Las aguas de pH menor de 6,5, son corrosivas, por el anhídrido carbónico, ácidos o sales ácidas que tienen en disolución. Para determinarlo usamos métodos colorimétricos o potenciométricos.

Para poder decidir sobre la potabilidad del agua se requiere el control de un número elevado de parámetros químicos y determinados parámetros bacteriológicos. Dentro de los primeros cobra especial importancia el amonio, los nitratos y nitritos, indicadores de contaminación por excelencia.

• Amonio :

Este ion tiene escasa acción tóxica por sí mismo, pero su existencia aún en bajas concentraciones, puede significar contenido aumentado de bacterias fecales, patógenos etc., en el agua. La formación del amonio se debe a la descomposición bacteriana de urea y proteínas, siendo la primera etapa inorgánica del proceso.

• Nitritos:

Estos representan la forma intermedia, metaestable y tóxica del nitrógeno inorgánico en el agua. Dada la secuencia de oxidación bacteriana: proteínas -à amonio -à nitritos–à nitratos, los nitritos se convierten en importante indicador de contaminación, advirtiendo sobre una nitrificación incompleta.

• Nitratos:

La existencia de éstos en aguas superficiales no contaminadas y sin aporte de aguas industriales y comunales , se debe a la descomposición de materia orgánica (tanto vegetal como animal) y al aporte de agua de lluvia ( 0,4 y 8 ppm ).

• Cloruros:

Todas las aguas contienen cloruros. Una gran cantidad puede ser índice de contaminación ya que las materias residuales de origen animal siempre tienen considerables cantidades de estas sales. Un agua con alto tenor de oxidabilidad, amoníaco, nitrato, nitrito, caracteriza una contaminación y por lo tanto los cloruros tienen ese origen. Pero si estas sustancias faltan ese alto tenor se debe a que el agua atraviesa terrenos ricos en cloruros. Los cloruros son inocuos de por sí, pero en cantidades altas dan sabor desagradable.

Valor máximo aceptable: 350 mg/l.

Método de Mohr

• Generalidades:

Si se agregan iones de plata a una solución de pH entre 7 y 9 que contenga cloruros y cromato, la precipitación del cloruro de plata está prácticamente terminada cuando se comienza a precipitar el cromato de plata. Este hecho permite considerar la aparición de un precipitado rojo de cromato de plata, como indicador del punto final.

• Reactivos:

Solución 0,00282 N de nitrato de plata

Cromato de potasio 5 %

• Técnica:

Se filtra el agua si contiene materias en suspensión. Se toman 100 ml de la muestra (si el pH es inferior a 7 se añade 1 gramo de bicarbonato), se agrega 1 ml de cromato de potasio y se valora añadiendo gota a gota la solución de nitrato de plata hasta coloración apenas rojiza. Se resta 0,2 al número de ml empleados ( gasto correspondiente al ensayo en blanco).

• Cálculo:

n= es el número de ml de la solución de nitrato de plata usada en la valoración

V= volumen de muestra original

• Determinación de Cloro Libre en aguas:

La ortotoluidina en medio clorhídrico y en presencia de cloro libre se oxida, dando un compuesto de coloración amarilla. Como la intensidad de la coloración aumenta por concentraciones crecientes de cloro libre se puede determinar por colorimetría, utilizando una serie de patrones de concentración conocida.

• Reactivo:

Solución de ortotoluidina.

• Técnica:

Se utilizan tubos de ensayo donde se enfrentan 10 ml de agua y 0,2 ml de reactivo se deja en reposo 5 o 10 minutos, en oscuridad. Se compara la coloración obtenida con los patrones permanentes.

Valor mínimo aceptable de cloro activo residual: 0,2 mg/l.

• Residuos por evaporación (Sólidos Disueltos)

Se denomina así al peso de las sustancias disueltas en 1 litro de agua, no volátiles a 105 ºC. Se consideran disueltas aquellas que no son retenidas por filtración.

• Técnica:

Se tara una cápsula de porcelana que se coloca sobre Baño María, se miden 100 ml de agua y se vierte sobre la cápsula hasta evaporación. Se coloca luego en estufa a 105 ºC y se deja durante 2 horas. Se retira, se deja enfriar en desecador sulfúrico y se pesa. El aumento de peso es el residuo por evaporación correspondiente al volumen de agua tomado. Los resultados se expresan en mg/l.

Valor máximo aceptable: 1.500 mg/l.

• Dureza:

Se habla de aguas duras o blandas para determinar calidad de las mismas. Las primeras tienen alto tenor de sales de calcio y magnesio disueltas. Las blandas son pobres en estas sales.

• Bicarbonato de calcio y magnesio: Dureza Temporal
• Sulfato y cloruro de calcio y magnesio: Dureza Permanente

Puede haber también nitratos, fosfatos, silicatos, etc. (dureza permanente). El agua debe tener una dureza comprendida entre 60 y 100 mg/l. no siendo conveniente aguas de dureza inferiores a 40 mg/l, por su acción corrosiva.

valor máximo aceptable de Dureza Total (CaCO₃) 400 mg/l.

Alcalinidad:

Esta representada por sus contenidos en carbonatos y bicarbonatos. Eventualmente se puede deber a hidróxidos, boratos, silicatos, fosfatos. Las soluciones acuosas de boratos tienen un pH 8,3 y las de ácido carbónico 4,3. Por estas razones se toman estos pH como puntos finales. Como indicadores de estos puntos se utilizan fenolftaleina (pH 8,3) y heliantina (pH 4,2).

• Reactivos:

Ácido sulfúrico 0,02 N

Fenolftaleina 0,5 %

Heliantina 0,05 %

• Técnica:

Se añade 0,2 ml de fenolftaleina a 100 ml de agua. Coloración rosada indica presencia de carbonato, en este caso se agrega gota a gota solución de ácido sulfúrico 0,02 N hasta desaparición de color. Se designa como F la cantidad de ml gastados. A la misma muestra se le agregan 2 gotas de heliantina y se añade gota a gota ácido sulfúrico 0,02 N hasta color salmón. Se designa por H la cantidad de ml usados en esta ultima determinación.

• Expresión de resultados:
• Alcalinidad de carbonatos en mg/l= 2 x F x 10
• Alcalinidad de bicarbonatos en mg/l= (H – F) x 10
• Análisis Bacteriológico de aguas

Generalidades:

Existe un grupo de enfermedades conocidas como enfermedades hídricas, pues su vía de transmisión se debe a la ingestión de agua contaminada. Es entonces conveniente determinar la potabilidad desde el punto de vista bacteriológico.

Buscar gérmenes como Salmonella, Shigella, trae inconvenientes, pues normalmente aparecen en escasa cantidad. Por otra parte su supervivencia en este medio desfavorable y la carencia de métodos sencillos y rápidos, llevan a que su investigación no sea satisfactoria, máxime cuando se hallen en número reducido.

En vista de estos inconvenientes se ha buscado un método mas seguro para establecer la calidad higiénica de las aguas, método que se basa en la investigación de bacterias coliformes como indicadores de contaminación fecal.

El agua que contenga bacterias de ese grupo se considera potencialmente peligrosa, pues en cualquier momento puede llegar a vehiculizar bacterias patógenas, provenientes de portadores sanos, individuos enfermos o animales.

Principales enfermedades de origen hídrico y sus agentes responsables

Enfermedad	Agente
Origen bacteriano
Fiebres tifoideas y paratifoideas	Salmonella typhi Salmonella Paratyphi A y B
Disentería bacilar	Shigella
Cólera	Vibrio cholerae
Gastroenteritis agudas y diarreas	Escherichia coli ET Campylobacter jejuni Campylobacter coli Yersinia enterocolitica Salmonella sp Shigella sp
Origen viral
Hepatitis A y E	Virus de la hepatitis A y E
Poliomielitis	Virus de la polio
Gastroenteritis agudas y diarreas	Virus Nortwalk Rotavirus Astrovirus Calicivirus Enterovirus Adenovirus Reovirus
Origen parasitario
Disentería amebiana	Entamoeba histolytica Giardia lambia Cristosporidium

• Toma de muestra:

La muestra para análisis bacteriológico debe efectuarse con el mayor cuidado

• Envase:

Se deben utilizar frascos esterilizados y con envoltura externa. La capacidad debe ser de 200 a 250 cc.

• Envío de muestras:

Debe transcurrir el menor tiempo entre la extracción y la llegada al laboratorio, y que durante ese tiempo se mantenga entre 4 y 10 ºC. De lo contrario se producen modificaciones cuali – cuantitativas de la flora bacteriana.

• Toma de muestra de un grifo en una cañería de agua corriente:

1. Se elige un grifo que este conectado directamente con una cañería de distribución, es decir, que el ramal del grifo no este comunicado con tanques domiciliarios, filtros, ablandadores u otros artefactos similares. Tampoco conviene extraer muestras de grifos colocados en puntos muertos de la cañería.
2. Estas precauciones no se tienen en cuenta cuando se desea conocer la calidad del agua que suministra un determinado grifo, en lugar de la que conduce la cañería principal.
3. Se quitan del grifo los dispositivos destinados a evitar salpicado. Luego se limpia la boca del grifo, cuidando de eliminar la suciedad que a veces se acumula en la parte interna del orificio. Después se deja salir agua en forma abundante durante 2 o 3 minutos y se cierra perfectamente el grifo para esterilizarlo.
4. Se esteriliza el grifo calentándolo durante un par de minutos con un hisopo embebido en alcohol.
5. Se abre con cuidado y se deja salir agua durante medio minuto en forma tal que el chorro no sea intenso y se llene el envase.

Análisis bacteriológico

Características microbiológicas según Art. 982 del C.A.A. (modificado por resolución 494/94)

Limites permisibles para aguas de consumo

1. Bacterias mesófilas viables: en agar Plate Count 24 hs. a 37ºC, no mas de 500 UFC/ml
2. Bacterias coliformes: NMP a 37ºC – 48 hs. (Caldo Mc Conckey o Lauril Sulfato), en 100 ml; igual o menor a 3.
3. Ausencia de Escherichia coli: en 100 ml
4. Ausencia de Pseudomona aeruginosa: por 100 ml de muestra

 

Determinación del número de bacterias aerobias mesófilas por el Método de recuento en placa

• Generalidades:

El agua contiene bacterias cuyas necesidades nutritivas y de temperatura óptima de desarrollo son variables.

Ordinariamente esta determinación se efectúa sembrando en medio sólido un volumen conocido de la muestra de agua. Se incuba durante un tiempo y a determinadas temperaturas y se cuenta el número de colonias que se obtienen.

El medio utilizado es agar nutritivo o agar Plate Count (aproximadamente 15 ml por placa).

• Diluyentes:

Es importante usar un líquido de dilución desprovisto de acción bactericida. En la mayoría de los casos puede utilizarse agua corriente, agua destilada o solución fisiológica o agua peptonada 0,1 % con pH ajustado a 7.

• Preparación de las diluciones:

Se preparan tubos estériles con 9 ml de diluyente. Para hacer las diluciones se agita, repetidas veces, la muestra. Luego se flamea la boca del frasco, se destapa, se vuelca un poco de contenido y, tapado nuevamente, se agita 10 – 15 veces para asegurar la distribución uniforme de las bacterias del líquido.

Luego mediante una pipeta esterilizada, se toma 1 ml de muestra que se pasa a un tubo con 9 ml de diluyente. Se tiene así la muestra diluida 10 veces. Se agita esta aspirando y expeliendo el liquido de la pipeta repetidas veces, y luego, mediante otra pipeta esterilizada, se toma 1 ml del liquido diluido, el cual se pasa a un nuevo tubo con solución diluyente, esta operación se repite hasta que se estime conveniente. Según la naturaleza del agua se sembrará directamente o diluida. Las muestras de aguas superficiales purificadas o profundas se sembraran directamente y diluidas 1/10, para las aguas superficiales no purificadas se emplearan diluciones 1/10, 1/100, 1/1000.

• Incubación:

Luego se incuban las muestras a 32 – 35 ºC durante 24 horas. Se realiza la siembra en profundidad.

Recuento de colonias en placas:

• Seleccionar dos placas correspondientes a una dilución que contenga entre 30 y 300 colonias.
• Tomar la media aritmética de los 2 recuentos y multiplicar por el factor de dilución (recíproco de la dilución utilizada). Informar según el caso, el resultado como número de microorganismos aerobios mesófilos por ml ó gramo .

Ejemplo: dilución 1/100.

Placa 1: 72 colonias x 100 = 7200

Placa 2: 77 colonias x 100 = 7700

Se promedia = (7200 + 7700) = 7450

2

Se informa: 7.450 UFC/ ml

En la evaluación de la potabilidad del agua ubicada en reservorios de almacenamiento domiciliario deberá incluirse entre los parámetros microbiológicos a controlar el recuento de bacterias mesófilas en agar (APC – 24 hs. a 37º C); en el caso de que el recuento supere las 500 UFC/ml y se cumplan el resto de los parámetros indicados, sólo se deberá exigir la higienización del reservorio y un nuevo recuento.

2. Determinación del Número Más Probable(NMP) / 100 ml de bacterias de coliformes totales (Método de Wilson)

Bacterias coliformes:

Son bacterias aerobias o anaerobias facultativas, Gram negativas, no esporuladas, que fermentan la lactosa con producción de ácido y gas.

1. A) Ensayo presuntivo:

• Siembra:

Se puede hacer por triplicado en tubos que tengan caldo Mc Conckey o Lactosa bilis verde brillante (LBVB), con la Campana de Durham.

De la muestra de agua se sembrarán:

• 3 tubos de caldo Mc Conckey o LBVB 2% doble concentración: 10 ml
• 3 tubos de caldo Mc Conckey o LBVB simple concentración: 1 ml
• 3 tubos de caldo Mc Conckey o LBVB simple concentración: 0,1 ml

Incubar los tubos a 32 – 35 ºC durante 48 horas.

Determinar con los tubos positivos (ácido y gas) el NMP utilizando la tabla de Hoskins. La formación de gas a las 48 horas se considera evidencia suficiente de la presencia de coliformes.

1. B) Ensayo confirmativo: Diferenciación de bacterias coliformes.
2. Pasadas las 48 horas, de los tubos positivos de la prueba presuntiva se siembran con ansa, en tubos con caldo Mc Conckey o LBVB de simple concentración, y en tubos con caldo Triptonado (para realizar la prueba del Indol), que se incuban durante 48 horas en un baño de agua regulado a 44,5 ºC ± 0,5 ºC Test de Eikman). Sembrar a su vez en tubos con medio Citrato de Koser o Simmons que se incuban a 32 ºC durante 48 horas. Esta última siembra se realiza mediante el alambre recto, con el objeto de no llevar a los tubos con citrato el material nutritivo del cultivo original. Se consideran positivos los tubos que dieron turbiedad en Citrato Koser o cambio de color en Citrato de Simmons, lo que es originado por el desarrollo de bacterias I.A.C.. En casos dudosos se puede dilucidar agregando gotas del indicador Azul de Bromotimol al medio Citrato de Koser, que carece del mismo. El líquido permanece verde claro si no ha habido desarrollo, virando al azulado si el citrato ha sido utilizando por las bacterias. Simultáneamente con el desarrollo se produce cambio de pH.
3. Confirmar con los tubos de caldo Mc Conckey o LBVB seleccionados que son positivos de organismos coliformes, sembrando por estrías una ansada de ellos en agar Endo o Eosina azul de metileno (EMB). Incubar las placas invertidas a 32 – 35 ºC examinarlas a las 24 – 48 horas. Observar en estos medios sólidos de confirmación si existen colonias típicas de coliformes. La formación en el agar EMB de colonias negras o con el centro negro, con la periferia transparente incolora o la formación en el agar Endo de colonias rojas rodeadas de un halo rojo, confirma la presencia de coliformes.

Tabla de Hoskins

Número de tubos positivos del total de:

3 tubos de 10 ml	3 tubos de 1 ml	3 tubos 0,1 ml	Índice del NMP/100 ml
0	0	1	3
0	1	0	3
1	0	0	4
1	0	1	7
1	1	0	7
1	1	1	11
1	2	0	11
2	0	0	9
2	0	1	14
2	1	0	15
2	1	1	20
2	2	0	21
2	2	1	28
3	0	0	23
3	0	1	39
3	0	2	64
3	1	0	43
3	1	1	75
3	1	2	120
3	2	0	93
3	2	1	150
3	2	2	210
3	3	0	240
3	3	1	460
3	3	2	1100

1. C) Prueba de identificación de organismos coliformes mediante los ensayos del IMVIC (indol, rojo de metilo, Voges Proscauer, citrato).
2. Investigación de Escherichia coli
3. Escoger tubos gas positivos del caldo Mc Conkey o Lactosa bilis verde brillante (Brila) procedentes del recuento de bacterias coliformes (NMP/100ml).
4. Inocular una ansada de caldo de los cultivos seleccionados positivos en tubos de:
5. Caldo Mc Conkey o Brila.
6. Una ansada a caldo de peptona.
7. Incubar los tubos de caldo Mc Conckey o Brila a 44,5 ºC ± 0,5 ºC y ver si son positivos de formación de gas a las 24 hs. y a las 48 hs.
8. Los tubos de caldo Mc Conckey o Brila que presenten gas son positivos también de organismos coliformes fecales ya que a esta temperatura solo el bacilo coli fecal produce ácido y gas.
9. Después de 24 hs. de incubación de los tubos de agua de peptona añadir 0,2 – 0,3 ml del reactivo del Indol. Agitar los tubos y dejarlos en reposo 10 minutos. La prueba positiva de producción de Indol se manifiesta por una coloración rojo oscura, en la prueba negativa se conserva el color original del reactivo.

Los cultivos gas positivos en Mc Conckey o Brila a 44,5 ºC ± 0,5 ºC, y que produzcan indol en agua de peptona, pueden considerarse como positivos de coliformes fecales.

3. Aislamiento e Identificación de Pseudomona aeruginosa

La muestra de agua se siembra en caldo tripteína soya – tripticasa soya o caldo nutritivo. Se incuba a 37 ºC por 24 horas.

Transcurridas las mismas se repica con ansa al medio de Levine. Las colonias asiladas se repican al medio agar Cetridime, en pico de flauta o en placa, incubándose 24 a 48 horas a 37ºC.

Si el aislamiento se realiza a partir de tubos de Mc Conckey (utilizados en el aislamiento de coliformes) con desarrollo de velo en superficie, se repica también a agar Cetrimide. ya sea si se observa desarrollo y/o pigmentación se procede a efectuar las siguientes pruebas:

1. Prueba de oxidasa
2. Prueba de reducción de nitrato
3. Prueba de licuefacción de la gelatina
4. Prueba de gluconato
5. Prueba de Citrato

Pseudomona aeruginosa es un bacilo Gram negativo, oxidasa positivo, móvil, produce dos tipos de pigmentos (piocianina y fluoresceína), aunque existen clases no pigmentadas, reduce nitratos a nitrito y produce gas (esto último no siempre es positivo), licúa la gelatina en forma rápida, reduce el gluconato.

	Gram	Oxidasa	Nitrato	Gluconato	Gelatina
Pseudomona aeruginosa	–	+	+	+	+

Exámenes para determinar organismos patógenos
Si bien la búsqueda directa de bacterias patógenas específicas no forma parte de los exámenes bacteriológicos habituales a los que se someten las muestras de agua, habrá casos en que será necesario efectuar exámenes para la determinación de gérmenes patógenos intestinales; por ejemplo, durante una epidemia o cuando se está evaluando una nueva fuente. Las posibilidades de obtener buenos resultados serán entonces mayores si se analizan volúmenes grandes de agua y si se usan medios selectivos para determinados gérmenes patógenos intestinales. Los análisis incluirán algunas, sino todas, de las etapas siguientes: concentración de los microorganismos en la muestra, inoculación en un caldo de abono; subcultivos en medios de agar selectivos, y análisis bioquímicos y serológicos de las colonias sospechosas. En vez de basarse en un método único, conviene utilizar el mayor número posible de métodos a fin de que no se pierda ninguna oportunidad de detectar a un germen patógeno. Esto es especialmente válido para la detección de Salmonella, puesto que no existe un solo método que se adapte a todos los serotipos.
Concentración de las muestras
La técnica que se emplee dependerá en gran parte de la cantidad de partículas presentes en el agua. En las aguas de baja turbiedad, la muestra puede pasarse a través de filtros de membrana. Debido a que la turbiedad aumenta en las aguas naturales, se puede recurrir a la filtración a través de tierras diatomáceas o con filtros de cartucho o vela, con lo cual se incrementará la filtración y podrán tratarse volúmenes de muestras más grandes. Como alternativa, se puede utilizar la técnica de la almohadilla de gasa, especialmente cuando el número de gérmenes patógenos son pocos o su presencia no es permanente.
Salmonella
Es probable que los concentrados de muestras necesiten ser enriquecidos previamente en agua de peptona amortiguada, para luego ser enriquecidos en caldo que contenga ya sea tetrationato, selenito, cloruro de magnesio o verde de malaquita. Estos, a su vez, pueden ser sometidos a subcultivo en medios como el verde brillante, sulfito de bismuto, agar de desoxicolata xilosa-lisina (DXL), citrato de desoxicolata o agar de MacConkey, examinándose luego las colonias sospechosas tanto bioquímica como serológicamente. Entre las pruebas de depuración bioquímica se deberá incluir: agar triple de azúcar y hierro, producción de indol, decarbosilasa y actividad de ß-galactosidasa. En las pruebas serológicas se incluirá la aglutinación con sueros polivalentes anti-o, anti-H y anti-Vi. Es imprescindible la eliminación previa de cepas autoaglutinables. Cuando el análisis se realiza para detectar las S. typhi , el medio de cultivo aconsejado es la selenita F. El procedimiento de los tubos múltiples se utilizará para calcular el número de Salmonella presentes en el agua.
Shigella
Debido a que las bacterias coliformes y la mayoría de cepas de Proteus vulgaris son antagónicas a la Shigella, es aconsejable elegir medios enriquecidos selectivos que reduzcan al mínimo las acumulaciones de compuestos volátiles y de los subproductos obtenidos a partir de estos microorganismos antagónicos. Se puede usar caldo nutriente con un pH ajustado de 8,0 (es el nivel de pH que menos favorece el crecimiento de bacterias coliformes). También es posible obtener un buen enriquecimiento de Shigella con un medio de cultivo autocitotóxico con base en caldo de tripticasa de soja conteniendo 1 mmol/litro de 4-cloro- 2-ciclopentilfenil ß-D-galactopiranosida, 2,5 g/litro de lactosa y sustancia amortiguadora de citrato a un pH de 6,2. La incubación debe hacerse durante 6-18 horas, a una temperatura de 35°C. Estríense las culturas en agar DXL cuando hayan transcurrido 6 y 18 horas. Sométanse las colonias sospechosas a pruebas de selección bioquímica y confírmese las colonias sospechosas con antisueros de Shigella (sueros polivalentes y de tipo específico).
Vibriones del cólera y de otro tipo
Como forma de enriquecimiento primario se utiliza principalmente el agua alcalina de peptona y el agua de taurocolato telurita de peptona, los subcultivos se harán utilizando como medios selectivos un agar de tiosulfato, citrato, bilis, sal y sucrosa o un agar de gelatina de taurocolato y telurito. Los cultivos que sean sospechosos se inocularán en agar de hierro Kligler. Después de 18 horas de incubación, los V. cholerae producen un característico color amarillo, sin ninguna producción de gas. Estos cultivos se depurarán después para determinar la actividad de ureasa y oxidasa; las cepas que demuestren ser negativas respecto a úrea y positivas en cuanto a oxidasa deberán ser remitidas a un laboratorio de referencia para que se realicen otras pruebas bioquímicas y de agrupamiento serológico.
Coli enteropatógenos
En este caso se utilizan las técnicas para la detección de bacterias coliformes fecales en el agua. Las colonias se confirmarán como E. coli y si la evidencia epidemiológica así lo garantiza, los subcultivos pueden ser remitidos a un laboratorio de referencia para agrupamiento serológico y, en caso necesario, para realizar las pruebas que determinan la enterotoxigenicidad.
Yersinia enterocolitica Se ha encontrado que el agar M-Endo es el medio de cultivo más conveniente y de múltiple utilidad debido a las distintas características morfológicas de las colonias cuando se incuban tanto a 25 como a 35°C. Después de transcurridas 72 horas de incubación, las colonias aparecerán bien definidas y con una coloración roja oscura. También da buenos resultados para el desarrollo bacteriano utilizar agar de MacConkey, siempre que la incubación se haga a 25°C. Todos los grupos aislados que resulten sospechosos deberán ser depurados bioquímicamente a 25°C y 35°C utilizando ramnosa, rafinosa y melibiosa. Si existe evidencia epidemiológica que lo garantice, deberán enviarse los subcultivos a un laboratorio de referencia para formar los grupos serológicos y efectuar las pruebas de susceptibilidad a los antibióticos.
Campylobacter fetus
Existe una técnica de membrana filtrante que ha dado buenos resultados para aislar este germen patógeno, y en la cual se emplea un agar sanguíneo que contiene vancomicín, polimixin y trimetoprim. Los cultivos se incuban a 42-43°C, bajo tensión reducida de oxígeno, en una jarra anaeróbica durante 3 días e inspeccionadas diariamente para detectar las colonias mucoideas grises no hemolíticas (con diámetro de 1-2 mm). Las colonias sospechosas son teñidas con Gram para detectar las formas típicamente curvas y en S, y sometidas a prueba para determinar la reacción positiva a la oxidasa y la catalasa, la motilidad y la incapacidad para desarrollarse aeróbicamente a una temperatura de 36°C. Los subcultivos deben ser remitidos a un laboratorio de referencia para mayores pruebas de tipo bioquímico. No sería práctico que los elementos aislados de brotes esporádicos fueran serotipificados, debido a la heterogeneidad de este organismo; por ahora, tampoco resulta práctico el uso de un antígeno común o de un conjunto de serotipos diferenciales.

Bibliografía

 

http://www.vet.unicen.edu.ar/prodyserv/labaacui.htm

http://edicion-micro.usal.es/web/educativo/m_especial/29ctexto3.htm